色谱  2013, Vol. 31 Issue (8): 739-746   PDF (905KB)    
扩展功能
加入收藏夹
复制引文信息
加入引用管理器
Email Alert
RSS
本文作者相关文章
杜娟
吕冰
朱盼
苗虹
吴永宁
凝胶渗透色谱-固相萃取联合净化气相色谱-质谱联用法测定动物性食品中30种有机氯农药的残留量
杜娟1,2, 吕冰2, 朱盼2,3, 苗虹2 , 吴永宁1,2    
1. 武汉工业学院食品科学与工程学院, 湖北 武汉 430023;
2. 卫生部食品安全风险评估重点实验室, 国家食品安全风险评估中心, 北京 100021;
3. 南昌大学食品科学与技术国家重点实验室, 江西 南昌 330031
摘要:建立了猪肉、鸡肉、鱼肉和虾肉等动物性食品中30种有机氯农药残留的气相色谱-质谱联用检测方法。样品匀浆后,采用乙腈提取,以凝胶渗透色谱和弗罗里硅土固相萃取柱联合进行净化,气相色谱-质谱检测,以同位素内标法定量。30种有机氯农药的响应在5.0~500.0 μg/L范围内呈良好的线性,相关系数在0.996以上,各有机氯农药的检出限在0.2~2.7 μg/kg之间。以猪肉、鸡肉、鱼肉和虾肉作为代表性基质,进行5.0、10.0、20.0 μg/kg 3个水平的加标回收试验,回收率在55.0%~119.1%之间,相对标准偏差在0.4%~15.0%之间。该方法准确可靠,灵敏度高,样品净化效果好,能够满足动物性食品中有机氯农药多残留痕量分析的要求。
关键词气相色谱-质谱联用     有机氯农药     多残留     动物性食品    
Determination of 30 organochlorine pesticides in animal-originated food products using combined purification by gel permeation chromatography and solid-phase extraction coupled with gas chromatography-mass spectrometry
DU Juan1,2, LÜ Bing2, ZHU Pan2,3, MIAO Hong2 , WU Yongning1,2    
1. College of Food Science and Engineering, Wuhan Polytechnic University, Wuhan 430023, China;
2. Key Laboratory of Food Safety Risk Assessment, Ministry of Health; China Center for Food Safety Risk Assessment, Beijing 100021, China;
3. Key Laboratory of Food Science and Technology, Nanchang University, Nanchang 330031, China
Abstract: A new analytical method was developed for the determination of 30 organochlorine pesticides (OCPs) in animal-originated food, including pork, chicken, fish and shrimp. The combined purification by gel permeation chromatography (GPC) and solid-phase extraction (SPE) were established by optimizing different fraction collection times. The detection conditions can be achieved by gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS) using selective ion monitoring (SIM). Isotopic internal standards were used for the quantitative determination of the 30 OCPs. The sample pretreatment procedure was based on acetonitrile extraction and combined purification of GPC and Florisil SPE cartridge. The experimental results showed that the linear ranges for 30 OCPs were 5.0-500.0 μg/L, the correlation coefficients were better than 0.996, and the method detection limits (MDLs) of the 30 OCPs were 0.2-2.7 μg/kg. The spiked recoveries at three levels of 5.0, 10.0 and 20.0 μg/kg using pork, chicken, fish and shrimp samples as blank matrices were in the range of 55.0%-119.1%, the relative standard deviations (RSDs) were in the range of 0.4%-15.0%. The method has the advantages of wide linear range, high sensitivity and efficient clean-up procedure, and consistent with the demand of pesticide routine analysis.
Key words: gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS)     organochlorine pesticides     multi-residue     animal-originated food    

自20世纪40年代开始,有机氯类农药(organochlorine pesticides, OCPs)已在世界范围内广泛应用于农业和工业。20世纪60~80年代,中国OCPs的使用量占农药总消费量的50%以上[ 1 ]。尽管施用OCPs给人们带来了巨大的经济效益,但其广泛使用亦造成了严重的环境污染。由于大部分OCPs不易降解及其脂溶性的特点,其在环境中很容易通过食物链在生物体及人类的脂肪组织中蓄积。我国第四次总膳食研究调查结果显示,动物性膳食中六六六(HCHs)和滴滴涕(DDTs)残留量检出率均较高,分别达到13%和39%[ 2 ]。鉴于OCPs的环境污染效应和对人类健康的危害作用,20世纪70~80年代,美国、日本等国家陆续禁用OCPs。2001年世界卫生组织发布《关于持久性有机污染物(POPs)的斯德哥尔摩公约》,宣布在全世界范围内禁用艾氏剂、氯丹、滴滴涕等9种OCPs[ 3 ], 2009年《斯德哥尔摩公约》新增的9种POPs名单中包括开蓬、林丹、五氯苯、 α -六六六和 β -六六六共5种OCPs[ 4 ]

随着人们生活水平提高,动物性食品消费量也显著升高。食品是人类OCPs暴露的主要途径之一,尤其是高脂肪含量的动物性食品[ 5 ],主要包括肉类、水产类及乳制品等。虽然世界各国陆续禁用POPs类的OCPs,但由于这类农药化学性质稳定,其残留在环境中不易降解,并通过生物链的富集作用进而造成对食品的污染,其对人体健康的长期影响不容忽视,因此建立准确、可靠且灵敏度高的动物源食品中OCPs的检测方法具有非常重要的意义。

动物性食品基质复杂,脂肪和蛋白质含量高,此类样品前处理的关键在于去除脂肪。本文在综合各种去除脂肪的方法基础上,首先在提取过后采用冷冻离心除去部分脂肪和蛋白质,继而以凝胶渗透色谱(GPC)和固相萃取(SPE)相结合的方式进一步除去样品中的脂肪,达到了较好的净化效果。本文对提取溶剂、GPC和弗罗里硅土SPE相结合的净化方法进行了优化,通过不同水平添加回收试验验证了方法的准确度和精密度,建立了以同位素稀释技术为基础的动物性食品中30种OCPs的检测技术。



1 实验部分
1.1 仪器和试剂

450GC-320 TQMS气相色谱-质谱联用仪,配负化学电离源(NCI)(美国Varian公司); N-EVAP氮吹浓缩仪(美国Analytical Evaporator Associates公司); 24管防交叉污染固相萃取装置(美国Supelco公司); SB-2000旋转蒸发仪(日本东京理化器械株式会社); C560E涡旋式混合器(美国Scientific Industries公司); Sigma 3K-15型冷冻离心机(美国Sigma公司); GPC AccuPrep MPSTM凝胶渗透色谱仪(美国J2 Scientific公司); Milli-Q纯水系统(美国密理博公司)。

30种有机氯农药标准品(纯度均在97%以上,德国Dr. Ehrenstorfer GmbH)。13C6-五氯苯、13C9-硫丹-Ⅰ、13C9-硫丹-Ⅱ和13C9-硫丹硫酸盐(质量浓度均为100 mg/L,纯度均不低于95% ;英国Cambridge公司)。乙腈、正己烷、环己烷、乙酸乙酯和丙酮(纯度为农药残留级,美国J.T. Baker公司)。氯化钠(分析纯);无水硫酸钠(分析纯)。0.22 μ m有机相滤膜。弗罗里硅土(Florisil)固相萃取柱(2 g/12 mL,美国Agilent公司)。

30种有机氯农药混合标准溶液的配制:准确称取农药标准品10.0 mg,用正己烷溶解并定容至10.0 mL,配制成 1000 mg/L 的单标准储备液。使用时按需要以正己烷稀释,并配制成1 mg/L 的混合标准使用液。将4种内标标准溶液用正己烷配制成1 mg/L 的混合内标标准使用液。精确吸取适量的混合标准使用液和混合内标标准使用液,用正己烷溶剂稀释,配制成30种有机氯农药的质量浓度分别为5.0、10.0、50.0、100.0、200.0、500.0 μ g/L,内标质量浓度均为50.0 μ g/L 的系列标准工作液。

选取大众消费量大的肉类及水产样品(包括猪肉、鸡肉、鱼肉和虾肉)为动物性食品的代表性样品。样品均随机购自超市。匀浆后于-20 ℃下贮存备用。

1.2 分析条件
1.2.1 气相色谱条件

色谱柱为DB-5ms石英毛细管柱(30 m×0.25 mm×0.25 μ m,美国Agilent公司),载气为氦气(纯度>99.999% ),流速为1.0 mL/min,采用不分流进样模式进样,进样量1 μ L,溶剂延迟时间为3.5 min;进样口温度为250 ℃;柱温程序升温:初始温度80 ℃,保持1 min,以40 ℃/min 速率升至160 ℃;以5 ℃/min 速率升至200 ℃,保持5 min;以8 ℃/min 速率升至240 ℃;以5 ℃/min 速率升至290 ℃,保持3 min;以30 ℃/min 速率升至300 ℃,保持3 min。

1.2.2 质谱条件

NCI电离方式,反应气为甲烷(纯度为99.95% ),电离能量70 eV;灯丝电流50 μ A,传输线温度250 ℃;离子源温度230 ℃;碰撞室温度40 ℃;检测方式为选择离子监测(SIM)。每个化合物选择1个定量离子、3个定性离子。30种有机氯类农药及同位素内标的保留时间和SIM扫描离子见表1。

表 1 OCPs及同位素内标的保留时间和SIM扫描离子 Table 1 Retention times and target ions of OCPs and internal standards
1.3 样品前处理方法
1.3.1 样品的制备和提取

取动物性食品样品,去除肉皮、骨头等部分,切成小块,在常温下用匀浆搅拌器制成糜状均一样品,于-20 ℃下贮存备用。

称取匀浆样品5.0 g于50 mL离心管中,加入1 mg/L 的混合内标标准溶液25 μ L,涡旋混匀,加入2.0 g氯化钠和20 mL乙腈,充分摇匀后超声提取30 min。加入8 g无水硫酸钠,于5 ℃下以 7000 r/min 的转速离心5 min,吸取上层清液于鸡心瓶中。用20 mL乙腈重复提取一次。合并两次提取液,于30 ℃水浴中减压浓缩至近干,以环己烷-乙酸乙酯(1 ∶ 1, v/v)复溶并定容至10.0 mL,待净化。

1.3.2 GPC净化

以Bio-Beads S-X3凝胶作为柱填料,环己烷-乙酸乙酯(1 ∶ 1, v/v)作为流动相,柱流速4.7 mL/min,样品定量环5 mL,收集9.5~16.0 min的流出液,将收集的馏分旋转蒸发至约1 mL,待过弗罗里硅土柱净化。

1.3.3 Florisil SPE净化

用5 mL丙酮-正己烷(1 ∶ 9, v/v), 5 mL正己烷依次活化Florisil SPE小柱,经GPC净化的样品溶液上样并收集流出液。用20 mL丙酮-正己烷(1 ∶ 9, v/v)洗脱,合并收集流出液,在30 ℃水浴中减压浓缩至近干,用250 μ L正己烷定容,以0.22 μ m有机相滤膜过滤,滤液供GC-MS分析。

2 结果与讨论
2.1 样品前处理方法的优化
2.1.1 提取溶剂的选择

在农药残留分析中,乙酸乙酯[ 6, 7 ]、二氯甲烷[ 8, 9 ]和乙腈[ 10, 11 ]等极性较强的溶剂常作为OCPs的提取溶剂。AOAC(Association of Official Agricultural Chemists)方法[ 12 ]及美国加州食品和农业部的多残留筛选方法[ 13 ]也采用乙腈作为提取溶剂。

本实验以猪肉样品的加标回收试验(加标水平为20.0 μ g/kg,平行测定3份)考察了乙酸乙酯、二氯甲烷和乙腈对OCPs提取效率的影响(见图1)。不同提取溶剂对大部分的目标OCPs组分的提取效果一致且满足要求,对 β -六六六、林丹和艾氏剂等8种组分,乙腈提取回收率为77.5% ~119.3% ,优于乙酸乙酯(72.8% ~131.4% )和二氯甲烷(48.0% ~143.3% );而且乙腈的极性较强,从样品中提取出的脂肪和蛋白质等杂质较少,有利于后续净化。综合回收率和提取效果,因此本文最终选用乙腈作为提取溶剂。

图 1 不同提取溶剂对8种有机氯农药提取回收率和RSD的比较(n=3) Fig. 1 Recoveries and relative standard deviations (RSDs) of the eight OCPs extracted by different extraction solvents (n=3)
2.1.2 GPC净化条件的优化

动物性食品基质复杂,脂肪、蛋白等大分子含量高。去除脂肪的方法主要包括浓硫酸磺化法、冷冻过滤法、凝胶渗透色谱法等。浓硫酸磺化净化法[ 14 ]能有效地将脂肪和色素等大分子杂质分解为小分子物质以达到净化的目的,但不适用于狄氏剂、异狄氏剂等对酸不稳定的OCPs的处理。Hong等[ 15 ]采用的冷冻过滤技术能有效去除90%的脂肪,但该方法仅适用于鱼肉、虾仁等脂肪含量较低的水产样品,对于脂肪含量较高的畜禽肉来说,其除脂能力有限。GPC净化方法主要应用于环境和食品样品中有机污染物残留的样品前处理[ 16 ],完全靠分子大小进行分离,能有效去除脂肪、植物色素及蛋白质等大分子[ 17 ]。但是GPC柱容量较小,对高脂肪含量的样品除脂能力有限,其净化后仍会有少量脂肪残留。

对经GPC净化后的OCPs收集时间进行了优化。以30种OCPs混合标准溶液进行试验,对经GPC净化后的6.5~21.5 min流出的洗脱液进行分段收集,以1 min为时间间隔收集流出液并分别进行测定。以累积回收率为纵坐标,以流出时间为横坐标,得到各OCPs农药的GPC流出曲线(见图2)。结合各类动物性食品中的脂肪在GPC上的流出情况(4.5~8.0 min),确定收集时间为9.5~16.0 min。动物性食品样品经GPC净化后可以除去大部分的脂肪、蛋白质等大分子杂质。

图 2 11种OCPs的GPC流出曲线 Fig. 2 Relationships between GPC elution times and cumulative recoveries of the 11 OCPs
2.1.3 Florisil小柱净化条件的优化

实验初期只采用GPC净化,发现经多次进样后仪器和色谱柱的污染较严重,有时导致OCPs的保留时间改变较大。Florisil能去除样品中的色素、脂肪等大分子化合物,但是Florisil柱容量有限,对于脂肪含量较高的动物性食品的净化,单独使用效果不理想。因此在GPC净化的基础上,采用Florisil小柱进一步净化,主要用于吸附经过GPC净化后仍然残存在提取液中的脂类等杂质,进一步提高净化效果。

将GPC提取液上样至活化好的Florisil小柱上,收集流出液。选取丙酮-正己烷(1 ∶ 9, v/v)作为洗脱液,并对洗脱体积进行了优化。分别用10.0、15.0、20.0、25.0 mL洗脱,洗脱液经浓缩、复溶后测定。结果表明,随着洗脱液体积增大,目标化合物的回收率趋于平稳(55.8% ~124.0% ),最终确定洗脱液体积为20.0 mL。

2.2 GC-MS测定

30种OCPs混合标准溶液(100.0 μ g/L)和猪肉基质加标(10.0 μ g/kg)的总离子流图如图3所示。各OCPs能得到良好的分离及定量检测。

图 3 (a)30种OCPs混合标准溶液(100.0 μ g/L)和(b)猪肉基质加标(10.0 μ g/kg)的总离子流 Fig. 3 Total ion chromatograms of (a) a mixture of standard solutions (100.0 μ g/L) of the 30 OCPs and (b) a pork sample spiked with the 30 OCPs at 10.0 μ g/kg 1. pentachlorobenzene (13C6-pentachlorobenzene); 2. alpha-BHC; 3. hexachlorobenzene; 4. beta-BHC; 5. lindane; 6. delta-BHC; 7. vinclozolin; 8. heptachlor; 9. aldrin; 10. dicofol; 11. oxychlordane; 12. cis-heptachlorepoxide; 13. trans-heptachlorepoxide; 14. trans-chlordane; 15. o,p′-DDE; 16. cis-chlordane; 17. endosulfan-I (13C9-endosulfan-I); 18. trans-nonachor; 19. chlorfenson; 20. dieldrin; 21. p,p′-DDE; 22. o,p′-DDD; 23. endosulfan-II (13C9-endosulfan-II); 24. cis-nonachor; 25. p,p′-DDD; 26. o,p′-DDT; 27. endrin; 28. endosulfan sulfate (13C9-endosulfan sulfate); 29. p,p′-DDT; 30. mirex.

对空白猪肉加标回收(加标水平为10.0 μ g/kg)试验分别采用内标法和外标法进行定量。结果显示,采用外标法计算的回收率在50.4% ~86.5%之间,而内标法计算的各有机氯农药的回收率结果普遍高于外标法计算结果,在57.9% ~116.2%之间,因此本实验采用内标法定量。

2.3 方法学参数验证
2.3.1 线性范围及方法检出限

将混合标准溶液和内标混合溶液用正己烷稀释,配制成质量浓度分别为5.0、10.0、50.0、100.0、200.0、500.0 μ g/L 的系列混合标准溶液(其中内标的质量浓度均为50.0 μ g/L),分别进行GC-MS测定。每个浓度点平行测定3次,以峰面积平均值与内标峰面积的比值Y对质量浓度进行线性回归,得
到的回归方程见表2。各OCPs的线性范围在5.0~500.0 μ g/L 之间,相关系数均大于0.996。

表 2 30种OCPs的线性方程、相关系数及方法检出限 Table 2 Linear equations, correlation coefficients (r) and method detection limits (MDL) of the 30 OCPs

采用美国环境保护署(EPA)推荐方法计算方法的检出限(method detection limit, MDL)[ 18 ],即能够被检出并在被分析物浓度大于零时能以99%置信度报告的物质的最低浓度;其规定在测定时,最少测定7个重复的低浓度加标样品,加标的浓度要适宜,一般为预期值的1~5倍,并按照给定分析方法的全过程进行处理和测定,公式为MDL=S×t(n-1, α =0.99),其中S为重复测定的标准偏差,t为自由度为n-1时0.99的t分布检验。本实验采用空白猪肉样品基质的低浓度添加水平(5 μ g/kg)进行测定,平行测定17份样品。各OCPs的方法检出限在0.2~2.7 μ g/kg 之间(见表2)。

2.3.2 空白加标回收试验

一般国际上及我国食品安全标准规定的动物性食品中的农药残留限量基本在10.0 μ g/kg 水平[ 19 ],因此本实验选取1/2限量、限量及2倍限量水平作为空白基质加标回收水平。分别以阴性猪肉、鸡肉、鱼肉和虾肉样品为基质进行低、中、高3个水平(5.0、10.0和20.0 μ g/kg)的加标回收试验,每个水平平行测定6次,3个加标水平的平均回收率在55.0% ~119.1%之间,RSD小于15.0%(见表3和表4),说明方法的准确度和精密度良好。

表 3 猪肉和鸡肉空白基质中30种OCPs的加标回收率和相对标准偏差(n=6) Table 3 Recoveries and relative standard deviations (RSDs) of the 30 OCPs in pork and chicken blank matrices (n=6)
表 4 鱼肉和虾肉空白基质中30种OCPs的加标回收率和相对标准偏差(n=6) Table 4 Recoveries and relative standard deviations (RSDs) of the 30 OCPs in fish and shrimp blank matrices (n=6)
2.4 实际样品分析

在超市中随机选取猪肉、羊肉、牛肉、鸡肉、虾肉和鱼肉各1份,采用本实验建立的方法进行处理与测定。结果发现,除猪肉、鸡肉和虾肉样品检出硫丹硫酸盐(含量分别为3.4、1.3、5.0 μ g/kg),羊肉中检出五氯苯(含量为0.3 μ g/kg)外,其他样品中未检出OCPs。

3 结论

本文建立了动物性食品中30种OCPs农药残留的GPC-SPE联合净化的气相色谱-质谱检测方法。通过样品前处理条件的优化及基质加标回收试验等方法学参数的验证,得到了一系列令人满意的方法学参数。本方法准确、灵敏度高,适用于脂肪含量较高的禽肉、畜肉及水产品等动物性食品中OCPs农药残留量的检测。

参考文献
[1]Wu Y N, Jiang G B Important Organic Pollutants Trace and Ultra-trace Inspection Technology. Beijing: Chemical Industry Press (吴永宁, 江桂斌. 重要有机污染物痕量与超痕量检测技术. 北京: 化学工业出版社), 2007
[2]Zhou P P, Zhao Y F, Li J G, et al Environ Int, 2012, 42: 56
[3]Fang L P, Feng Y P, Liu H P, et al Chinese Journal of Chromatography (房丽萍, 封跃鹏, 刘海萍, 等. 色谱), 2010, 28(5): 476
[4]Wang Y W, Cai Y Q, Jiang G B Science in China Series B: Chemistry (王亚韡, 蔡亚岐, 江桂斌. 中国科学B辑: 化学), 2010, 40(2): 99
[5]Chung S W C, Kwong K P, Yau J C W Chemosphere, 2008, 73(1): 65  
[6]Garrido-Frenich A, Romero-González R, Martínez-Vidal J L, et al J Chromatogr A, 2006, 1133(1/2): 315
[7]Cortes-Aguado S, Sanchez-Morito N, Arrebola F J, et al Food Chem, 2008, 107(3): 1314  
[8]Chu X G, Hu X Z, Yao H Y J Chromatogr A, 2005, 1063(1/2): 201
[9]Hao H T, Sun B, Zhao Z H Environ Pollut, 2008, 156(3): 1046  
[10]Hu B Z, Song W H, Xie L P, et al Chinese Journal of Chromatography (胡贝贞, 宋伟华, 谢丽萍, 等. 色谱), 2008, 26(5): 608
[11]Yang X, Zhang H, Liu Y, et al Food Chem, 2011, 127(2): 855  
[12]AOAC Official Method 2007 01
[13]Dasika R, Tangirala S, Naishadham P J Environ Chem Ecotoxicol, 2012, 4(2): 19
[14]USA EPA Method 3665a
[15]Hong J K, Kim H Y, Kim D G, et al J Chromatogr A, 2004, 1038(1/2): 27
[16]Goni F, Lopez R, Etxeandia A, et al Chemosphere, 2009, 76(11): 1533  
[17]Frenich A G, Vidal J L M, Sicilia A D C, et al Anal Chim Acta, 2006, 558(1/2): 42
[18]US Environmental Protection Agency Definition and Procedure for the Determination of the Method Detection Limit—Revision 1.11. [2013-01-15]. http://www.law.cornell.edu/cfr/text/40/136/appendix-B
[19]GB 2763-2005