多环芳烃(polycyclic aromatic hydrocarbons, PAHs)是分子中含有两个或两个以上稠合芳香烃环的亲脂性有机污染物, 主要由有机物的不完全燃烧和分解产生^[1]。国际癌症研究机构(IARC)将苯并[a]芘(BaP)归为1类致癌物, 将苯并[a]蒽(BaA)、䓛(Chr)和苯并[b]荧蒽(BbF)归为2B类致癌物^[2]。PAHs广泛存在于食用油、咖啡、熏烤鱼类和熏烤肉类等含脂肪的食品中, 其中人体摄入量的1/3来自于食用油^[3-5]。造成食用油中PAHs含量高是油料在干燥、加工和运输过程中直接接触受PAHs污染的土壤、水或外包装材料等原因造成的^[6]。Barranco等^[7]报道采用用热解燃气法干燥的油料的PAHs含量超过2 000 μg/kg。而橄榄油作为食用油中的一种, 因其口感好、营养价值高及具有特殊的保健作用而深受消费者的青睐。因此, 对于橄榄油中PAHs的含量测定尤为重要。2011年, 欧盟规定将BaA、Chr、BbF和BaP作为食用油中PAHs的检测标志物, 并规定其总含量不能超过10 μg/kg, 其中BaP的含量不能超过2 μg/kg^[8]。我国规定食用油中BaP的含量不能超过10 μg/kg^[9]。BaA和Chr、BbF和BaP分别是具有四元环和五元环的多环芳烃, 且互为同分异构体, 其相对分子质量分别是228和252, 沸点为435~500 ℃。

由于橄榄油的基质十分复杂, 基质干扰物的存在直接影响目标物的分离和定量的准确性, 因此需要通过净化样品以消除干扰, 提高检测灵敏度。食用油中PAHs的净化方法主要以固相萃取法和凝胶渗透色谱法(GPC)为主。GPC存在溶剂消耗量大、耗时长的缺点^[10]; 固相萃取技术因操作简便、高效、溶剂消耗量小, 且可以去除大部分干扰杂质, 减少样品对仪器的污染而得到广泛应用^[11]。目前检测PAHs的主要方法有气相色谱-质谱法(GC-MS)^[12]、高效液相色谱-紫外/荧光检测法(HPLC-UV/FLD)^[13]等。气相色谱法对于热稳定性较差的多环芳烃的检测效果较差, 而且脂类物质易在气相色谱系统的进样口、毛细管柱及质谱的离子源处积聚, 增加了基线噪声, 影响仪器的分析性能^[14]。王建华等^[15]采用GPC-GC-MS检测植物油中的PAHs, 定量限为0.5~1.0 μg/kg, 回收率为80%~110%, 相对标准偏差小于15%;王峰等^[16]采用GPC-HPLC-FLD检测食用油中的18种多环芳烃, 其中BaP等的检出限为0.5~4.0 μg/L, 相对标准偏差小于5%(n=7), 方法回收率为88%~102%;王春蕾等^[17]利用在线固相萃取结合高效液相色谱-荧光检测法检测食用油中的BaA、Chr、BbF和BaP，其检出限为0.04~0.11 μg/kg, 加标回收率为83.6%~107.8%, 相对标准偏差为0.1%~9.8%(n=6)。根据文献^[15-19]可知，与GC、GC-MS相比, 高效液相色谱-荧光检测法对于具有荧光特性的PAHs具有更高的选择性和灵敏度。

本研究将橄榄油样品经异丙醇稀释, 采用电荷转移型固相萃取柱^[20]净化, 有效地去除基质干扰, 采用高效液相色谱-荧光检测法准确测定橄榄油中4种PAHs。通过对提取方式、净化条件和色谱条件的优化及对基质效应等因素的评估, 建立了准确检测橄榄油中BaA、Chr、BbF和BaP的方法。

1 实验部分

1.1 仪器与试剂

ACQUITY UPLC H-CLASS超高效液相色谱仪，配有荧光检测器(美国Waters公司); ZORBAX Eclipse PAH色谱柱(100 mm×2.1 mm, 1.8 μm, 美国Agilent公司); ME36S、ME614S天平(德国Sartorius公司); SIGMA 3-18K离心机(德国Sigma公司); Vortex-Genie 2涡旋混合器(美国Scientific Industries公司); N-EVAP 111氮吹仪, 配有OA-SYSS水浴加热装置(美国Organomation公司); 24管固相萃取装置(美国Sepulco公司); HiCapt BaP-Ⅱ SPE柱(中国维泰克(武汉)科技有限公司); 15 mL离心管(中国Corning公司); 180 μm滤膜(德国Merck公司); 活性炭(36~50目, 中国国药集团化学试剂有限公司)。

乙酸乙酯、二氯甲烷、乙腈、正己烷、环己烷、异丙醇(色谱纯, 美国Fisher公司); 丙酮(色谱纯, 美国Baker公司); 苯并[a]蒽(纯度99%)购自德国Dr. Ehrenstorfer公司; 苯并[a]芘(4.95 mg/L)、苯并[b]荧蒽(4.41 mg/L)和䓛(3.60 mg/L)均购自中国计量科学研究院。实验室用水经D11971超纯水仪(美国Thermo公司)纯化后使用。

1.2 样品前处理

称取20 g橄榄油, 加入2 g活性炭, 于75 ℃水浴中振荡2 h, 以7 000 r/min离心5 min, 移取上清液, 过180 μm滤膜, 制备得到空白样品, 待测。

取0.4 g加标橄榄油样品(添加4种PAHs混合标准溶液的水平分别为2、5、20 μg/L), 用2 mL异丙醇稀释, 得到上样液。依次用6 mL丙酮、2 mL异丙醇活化SPE柱, 移取2 mL上样液至SPE柱萃取, 使其在重力作用下自然流过萃取柱, 用4 mL异丙醇淋洗萃取柱, 然后用16 mL丙酮溶液洗脱，收集洗脱液，于40 ℃氮气吹干, 用200 μL异丙醇溶解, 待HPLC-FLD检测。

1.3 分析条件

色谱柱:Agilent ZORBAX Eclipse PAH色谱柱(100 mm×2.1 mm, 1.8 μm); 柱温:室温; 流动相:(A)水和(B)乙腈; 进样量:10 μL。梯度洗脱程序:0~1.0 min, 70%B; 1.0~4.0 min, 70%B~100%B; 4.0~10.0 min, 100%B; 10.0~11.0 min, 100%B~70%B; 11.0~13.0 min, 70%B。流速:0.5 mL/min。

荧光检测检测条件:BaA的激发波长为257 nm, 发射波长为403 nm; Chr的激发波长为267 nm, 发射波长为403 nm; BbF和BaP的激发波长为290 nm, 发射波长为430 nm。

1.4 基质匹配标准溶液的配制

按1.2节描述对空白样品进行前处理, 用异丙醇复溶后, 得到空白基质溶液。用空白基质溶液逐级稀释4种PAHs的混合标准溶液(4.0 mg/L)，配制质量浓度为2.4、8.0、16、40 μg/L的基质匹配标准溶液, 置于4 ℃冰箱中保存。

2 结果与讨论

2.1 前处理条件的优化

2.1.1 提取方式的考察

影响油脂中PAHs测定的主要因素是油脂中大量的甘油三酯和脂肪伴随物^[21], 脂质的存在将影响色谱对分析物定量的准确性。多环芳烃的提取常常采用索氏抽提法^[22]、皂化提取法^[23]和液液萃取法^[24]。索氏抽提法溶剂消耗量大, 耗时长, 本底值高, 抽提后的样品还需进一步净化; 皂化提取法虽可以有效去除油脂杂质, 但是皂化常常需要几个小时, 且同样需要进一步净化; 液液萃取法利用目标化合物在互不相溶的液体之间具有不同的分配系数从而达到分离纯化的目的, 操作简单、快速。

常见的提取溶剂有正己烷、乙腈、异丙醇、苯等非极性或中等极性溶剂。苯是强致癌物, 易挥发, 对人体伤害大^[25]; 正己烷和环己烷可以完全溶解油样; 乙腈和异丙醇与油样不互溶, 可以用于油样中PAHs的提取。本实验考察了对油样不进行提取直接净化, 异丙醇、正己烷或环己烷稀释油样后再净化, 异丙醇或乙腈液液萃取后净化几种不同的提取方式对目标物回收率的影响, 结果见图 1。

图 1

Fig. 1

图 1 不同提取方式对4种PAHs回收率的影响(n=5) Fig. 1 Effect of different extraction methods on the recoveries of the four PAHs (n=5) PAHs: polycyclic aromatic hydrocarbons; BaA: benzo[a]anthracene; Chr: chrysene; BbF: benzo[b]fluoranthene; BaP: benzo[a]pyrene.

BaA、Chr、BbF和BaP均为脂溶性化合物, BaA和Chr的极性值为5.9, BbF和BaP的极性值为6.4。由图 1可以看出, 将油样直接加入SPE柱进行净化, PAHs的回收率为20%~47%, 这主要是由于橄榄油基质黏稠, 当油样直接流过SPE柱时, 无法充分与SPE柱的固定相接触, 造成PAHs回收率偏低; 4种PAHs在使用中等极性的异丙醇(极性值为4.3) 稀释时回收率最高(92%~98%), 异丙醇作为稀释溶剂有利于油样分散, 使其中的PAHs与SPE固定相充分结合, 从而提高方法的回收率; 当使用弱极性正己烷或环己烷进行稀释时, 4种PAHs的回收率为42%~97%;采用异丙醇和乙腈液液萃取时, 4种PAHs的回收率均低于59%。Wu等^[12]采用正己烷与二甲基甲酰胺(DMF)液液萃取后, 经弗罗里硅土萃取柱净化, 橄榄油中BaA等4种PAHs的回收率为70%~76%; Dost等^[26]将油样皂化后, 用甲苯萃取食用油中的PAHs, 经氧化铝硅胶柱净化, 用高效液相色谱-紫外/可见光检测(HPLC/UV-Vis)分析, 发现除Chr外, 其他3种PAHs的回收率为82%~85%。与文献^{[12, 26]}相比, 本实验直接使用溶剂稀释油样, 不需要萃取与皂化, 方便快捷, 且溶剂用量少，耗时短。

2.1.2 净化条件的考察

固相萃取技术可实现对油样的净化, 且多数PAHs可获得较高的回收率。本实验采用的电荷转移型萃取柱(Benzo Ⅱ SPE)的固定相为电子受体固定相, 而PAHs为电子供体(π电子), 二者可产生强烈的π-π作用，使PAHs保留在SPE柱上。采用不含π电子的异丙醇作为淋洗液淋洗甘油三酯等大分子干扰物质, 然后用能抵消π-π电子相互作用的溶剂将PAHs洗脱下来^[20]。目前采用π-π相互作用的电荷转移型SPE柱净化油中PAHs的文献还很少, 因此对于此种SPE柱的研究十分必要。

洗脱液的选择  本实验考察了乙酸乙酯、二氯甲烷、丙酮、正己烷-乙腈(1:5, v/v)作为洗脱液时4种PAHs的回收率, 结果见图 2。当使用极性较弱的乙酸乙酯或正己烷-乙腈(1:5, v/v)洗脱时, 目标物的回收率为57%~87%。当使用与PAHs极性相近的二氯甲烷(极性值为3.4) 和丙酮(极性值为5.4) 洗脱时, 目标物的回收率分别为81%~99%和93%~98%；二氯甲烷与丙酮相比极性偏小, 对于极性较大的BbF和BaP的萃取效果较差, 且二氯甲烷不易浓缩, 氮气吹干消耗时间较长。因此本实验选择丙酮作为洗脱液。

图 2

Fig. 2

图 2 不同洗脱液对4种PAHs回收率的影响(n=5) Fig. 2 Effect of different eluents on the recoveries of the four PAHs (n=5)

洗脱液用量的选择  洗脱液用量不足会导致PAHs不能完全洗脱, 回收率结果偏低; 洗脱液用量过多则会导致杂质增加且氮气吹干时间过长。因此, 本研究考察了采用8、12、16 mL丙酮进行洗脱时4种PAHs的回收率(见图 3)。结果表明, 随着洗脱液用量的增大, PAHs的回收率逐渐增大, 采用16 mL丙酮洗脱时, 大部分目标物被洗脱下来, 回收率为92.9%~98.3%, 满足实验要求, 故实验采用16 mL的丙酮进行洗脱。

图 3

Fig. 3

图 3 洗脱液用量对4种PAHs回收率的影响(n=5) Fig. 3 Effect of eluent dosages on the recoveries of the four PAHs (n=5)

2.1.3 氮吹温度的考察

氮吹浓缩的过程是前处理步骤中的最后一个关键环节, 氮吹过程会造成PAHs损失。本实验分别考察了在不同水浴温度(30、40、50和60 ℃)下氮吹时样品的回收率, 结果见图 4。由图 4可知, 温度变化对4种PAHs的回收率影响不大, 在40 ℃的水浴温度下氮吹, 除BbF外, 其他3种PAHs的回收率都为最大值, 因此将氮吹温度设为40 ℃。

图 4

Fig. 4

图 4 氮吹温度对4种PAHs回收率的影响(n=5) Fig. 4 Effect of nitrogen blowing temperatures on the recoveries of the four PAHs (n=5)

2.1.4 复溶溶剂的考察

本文考察了分别采用异丙醇、乙腈、丙酮、正己烷、环己烷和甲醇作为复溶溶剂时, 4种PAHs(加标水平33 μg/kg)的峰面积和BaA与Chr的分离度。

结果显示, 采用正己烷、环己烷和丙酮作为复溶溶剂时, BaA与Chr的分离度分别是1.02、1.01和0.95, 两种物质无法达到基线分离; 当采用异丙醇、乙腈和甲醇时, BaA与Chr的分离度均大于1.5, 可实现基线分离。对4种PAHs的峰面积进行比较, 结果显示, 采用异丙醇时, 各目标物的峰面积最大。因此本实验采用异丙醇作为复溶溶剂。

2.2 色谱条件的优化

2.2.1 荧光检测波长的选择

荧光检测中激发波长和发射波长的选择对各PAHs的灵敏度都有直接的影响。本实验采用多通道检测器, 根据PAHs在不同波长下的荧光响应值筛选出最佳检测波长, 最终可测定橄榄油中μg/kg级的PAHs。

2.2.2 色谱柱的选择

本文分析的BaA和Chr、BbF和BaP互为同分异构体, 其中BaA和Chr较难分离。本实验比较了ACQUITY CSH^TM C18(100 mm×3.0 mm, 1.7 μm)、Hisep ODS-A-300(250 mm×4.6 mm, 5 μm)、Agilent ZORBAX Eclipse PAH(100 mm×2.1 mm, 1.8 μm)和Waters PAH C18(150 mm×2.1 mm, 5 μm)4种不同的色谱柱对目标分析物分离效果的影响。

实验考察了采用Hisep ODS-A-300色谱柱在梯度洗脱(见图 5a)和等度洗脱条件下4种PAHs的分离情况，结果表明, 不同的洗脱条件均无法将BaA与Chr完全分离。考察了采用ACQUITY CSH^TM C18色谱柱在不同的梯度洗脱条件下目标化合物的分离情况, 经过优化，BaA和Chr的分离度从1.002提高到1.149(见图 5b), 但仍不能满足基线分离的要求。实验还考察了采用Agilent ZORBAX Eclipse PAH和Waters PAH C18色谱柱时目标化合物的分离情况。通过优化梯度洗脱程序，均可实现4种PAHs的基线分离, 其中BaA和Chr的分离度分别是1.72(见图 5c)和1.51(见图 5d)。当使用Agilent ZORBAX Eclipse PAH色谱柱时, 分析时间只需6 min, 分析速度快, 分离效果好。因此本实验采用Agilent PAH色谱柱进行分离分析。

图 5

Fig. 5

图 5 采用不同色谱柱时4种PAHs的色谱图 Fig. 5 Chromatograms of the four PAHs by different chromatographic columns a. column: Hisep ODS-A-300 column (250 mm×4.6 mm, 5 μm); mobile phases: (A) water and (B) acetonitrile; gradient elution program: 0-1.0 min, 40%B; 1.0-15.0 min, 40%B-95%B; 15.0-27.0 min, 95%B; 27.0-28.0 min, 95%B-40%B; 28.0-30.0 min, 40%B; flow rate: 0.5 mL/min; b. column: ACQUITY CSHTM C18 column (100 mm×3.0 mm, 1.7 μm); mobile phases: (A) water and (B) acetonitrile; gradient elution program: 0-1.0 min, 5%B; 1.0-15.0 min, 5%B-60%B; 15.0-23.0 min, 60%B; 23.0-28.0 min; 60%B-80%B; 28.0-33.0 min, 80%B; 33.0-35.0 min, 80%B-5%B; 35.0-37.0 min, 5%B; flow rate: 0.5 mL/min; c. column: Agilent ZORBAX Eclipse PAH column (100 mm×2.1 mm, 1.8 μm); mobile phases: (A) water and (B) acetonitrile; gradient elution program: 0-1.0 min, 70%B; 1.0-4.0 min, 70%B-100%B; 4.0-10.0 min, 100%B; 10.0-11.0 min, 100%B-70%B; 11.0-13.0 min, 70%B; flow rate: 0.5 mL/min; d. column: Waters PAH C18 column (150 mm×2.1 mm, 5 μm); mobile phases: (A) water and (B) acetonitrile; gradient elution program: 0-1.0 min, 40%B; 1.0-10.0 min, 40%B-95%B; 10.0-13.0 min, 95%B; 13.0-14.0 min, 95%B-40%B; 14.0-16.0 min, 40%B; flow rate: 1.0 mL/min.

2.3 基质效应的评价

实验将市场上含量较低的一种橄榄油作为空白, 测得此空白橄榄油中4种PAHs的含量为0.58~4.73 μg/L。按照1.2节空白样品的操作步骤对上述橄榄油进行前处理, 再次检测空白橄榄油中4种PAHs的含量, 为0.28~0.56 μg/L。因此本实验在定量过程中均扣除空白, 以满足准确定量的要求。

对1.4节配制的基质匹配溶液和与其具有相同浓度的标准溶液在相同条件下进行分析, 比较二者的峰面积, 用来评价基质效应(ME), 具体见公式(1)。

(1)

式中, A_M、A_B和A_S分别为基质匹配标准溶液、空白基质溶液和标准溶液中目标物的峰面积。4种PAHs的基质效应结果见表 1。可以看出, 4种PAHs的ME值为110.4%~116.8%, 基质效应导致各PAHs组分的荧光响应增强。造成基质增强的原因可能为^[27]:第一, 溶剂分子和基质分子间存在静电作用, 并且基质分子具有不同的偶极和极化率, 导致与溶剂分子间的相互作用程度不同, 从而引起光谱发生较大变化; 第二, 基质可能与待测组分结合，减少了其与周围环境碰撞的概率，导致分子能量以荧光形式释放的概率变大。因此, 采用基质匹配校准溶液可减小基质效应, 提高分析检测结果的准确度, 以满足定量要求。

表 1 (Table 1)

表 1 4种PAHs的定量限、基质效应、回收率、日内及日间精密度 Table 1 Limits of quantification (LOQs), matrix effects (MEs), recoveries, intra-day and inter-day RSDs of the four PAHs Analyte LOQ/ (μg/L) ME/ % Recovery (n=5)/% Intra-day RSD (n=5)/% Inter-day RSD (n=5)/% BaA 0.317 109.6 96.5 1.46 2.53 Chr 0.287 112.6 103.2 1.69 2.81 BbF 0.413 110.4 98.0 0.81 2.48 BaP 0.147 116.8 95.5 0.10 2.93

表 1 4种PAHs的定量限、基质效应、回收率、日内及日间精密度 Table 1 Limits of quantification (LOQs), matrix effects (MEs), recoveries, intra-day and inter-day RSDs of the four PAHs

2.4 方法检出限、线性范围、回收率及精密度

在2.4~40 μg/L范围内, 4种PAHs的线性相关系数(r)为0.999 0~0.999 9, 呈良好的线性关系, 方法的定量限为0.147~0.413 μg/L(见表 1), 满足实际样品的检测要求。标准方法^[28]中依次采用C18键合固相萃取柱和硅酸镁键合固相萃取柱净化油样, 再进行HPLC-FLD定量检测, 定量限为0.2 μg/kg; 尹佳等^[29]采用与本实验相同的SPE柱与高效液相色谱法结合对食用油中4种PAHs进行测定, 定量限为0.47~2.54 μg/kg; Barranco等^[30]采用C18柱与HPLC-FLD结合的方法检测食用油中的PAHs, 得到4种PAHs的定量限为0.3~0.4 μg/kg。与上述方法相比, 本方法简便、快速、灵敏度更高。

分别向空白橄榄油中添加不同水平(2、5、20 μg/L)的PAHs, 并对其进行前处理，每个水平重复5次, 得到样品的回收率为95.5%~103.2%, 日内和日间RSD分别为0.10%~1.69%和2.48%~2.93%(见表 1)。Weiβhaar^[31]将油样溶解于异己烷-丁基二甲基醚(BME)溶液中, 然后经聚苯乙烯固相萃取柱萃取, 五环、六环PAHs的回收率为85%~95%, 对四环PAHs的回收率为60%~75%, RSD为6.0%~9.8%(n=8); Purcaro等^[32]采用硅胶固相萃取柱净化橄榄油中的PAHs, 与本实验相同的4种PAHs的回收率为79%~116%, 日内和日间精密度分别小于7.6%(n=6) 和8.9%(n=12); Moret等^[33]采用硅胶固相萃取柱萃取食用油中的PAHs, BaP等4种PAHs的回收率为80%~113%。与之相比, 本研究采用的电荷转移型萃取柱特异性更好, 精密度和准确度更高。

3 结论

本文建立了高效液相色谱-荧光检测测定橄榄油中4种多环芳烃的分析方法。通过对荧光检测波长的优化和液相色谱柱的选择, 实现了4种PAHs的基线分离。通过固相萃取条件的优化, 能有效去除油脂基质的干扰。该方法准确度高, 精密度好, 灵敏度高, 能准确地对橄榄油样品进行定量分析, 可应用于橄榄油中4种多环芳烃的日常分析检测。

参考文献

[1]	Taghvaee Z, Piravivanak Z, Rezaei K, et al. Food Anal Methods, 2016, 9: 1220. doi: 10.1007/s12161-015-0297-1
[2]	da Silva S A, Sampaio G R, da Silva Torres E A. Food Chem, 2017, 221: 809. doi: 10.1016/j.foodchem.2016.11.098
[3]	Alomirah H, Al-Zenki S, Al-Hooti S, et al. Food Control, 2011, 22(12): 2028. doi: 10.1016/j.foodcont.2011.05.024
[4]	Hao X W, Yin Y, Feng S J, et al. Environ Sci Pollut Res, 2016, 23: 24932. doi: 10.1007/s11356-016-7671-4
[5]	Ibanez R, Agudo A, Berenguer A, et al. J Food Protect, 2005, 68(10): 2190. doi: 10.4315/0362-028X-68.10.2190
[6]	Fromberg A, Hojgard A, Duedahl-Olesen L. Food Addit Contam, 2007, 24(7): 758. doi: 10.1080/02652030601150505
[7]	Barranco A, Alonso-Salces R M, Berrueta L A, et al. J Sep Sci, 2003, 26: 1554. doi: 10.1002/(ISSN)1615-9314
[8]	European Commission. Official Journal of the European Union, 2011, 215: 4.
[9]	GB 2762-2012
[10]	Wang C L, Liu H L, Ma Y J, et al. China Oils and Fats, 2016, 41(3): 51. 王春蕾, 刘华良, 马永建, 等. 中国油脂, 2016, 41(3): 51.
[11]	Junk G A, Richard J J. Anal Chem, 1988, 60(5): 451. doi: 10.1021/ac00156a016
[12]	Wu S M, Yu W J. Food Chem, 2012, 134: 597. doi: 10.1016/j.foodchem.2012.02.155
[13]	Bazylak G, Maslowska J. Fresenius J Anal Chem, 1990, 336(3): 205. doi: 10.1007/BF00332254
[14]	Shi L K, Liu Y L. Journal of the Chinese Cereals and Oils Association, 2015, 30(12): 114. 石龙凯, 刘玉兰. 中国粮油学报, 2015, 30(12): 114.
[15]	Wang J H, Guo C, Pang G F, et al. Journal of Instrumental Analysis, 2009, 28(3): 267. 王建华, 郭翠, 庞国芳, 等. 分析测试学报, 2009, 28(3): 267.
[16]	Wang F, Zhang Z J, Lin H, et al. Food Science, 2014, 35(6): 142. 王峰, 张志杰, 林慧, 等. 食品科学, 2014, 35(6): 142.
[17]	Wang C L, Liu H L, Ma Y J, et al. Chinese Journal of Analytical Chemistry, 2015, 43(11): 1743. 王春蕾, 刘华良, 马永建, 等. 分析化学, 2015, 43(11): 1743.
[18]	Xu T C. J Sep Sci, 2016, 39: 1892. doi: 10.1002/jssc.201501232
[19]	Qian W, Ni J Z, Luo Y M, et al. Chinese Journal of Chromatography, 2007, 25(2): 221. 钱薇, 倪进治, 骆永明, 等. 色谱, 2007, 25(2): 221.
[20]	van Stijn F, Kerkhoff M A T, Vandeginste B G M. J Chromatogr A, 1996, 750: 263. doi: 10.1016/0021-9673(96)00284-1
[21]	Dong X Y, Yang Y W, Ren Q L. Chinese Journal of Chromatography, 2005, 23(6): 609. 董新艳, 杨亦文, 任其龙. 色谱, 2005, 23(6): 609.
[22]	Wang L X, Zhang J X, Li H, et al. Journal of the Hebei Academy of Sciences, 2009, 26(1): 43. 王丽霞, 张敬轩, 李挥, 等. 河北省科学院学报, 2009, 26(1): 43.
[23]	Wu M, Li Z, Li C Y, et al. Journal of Food Safety and Quality, 2012, 3(2): 82. 吴敏, 李政, 黎翠玉, 等. 食品安全质量检测学报, 2012, 3(2): 82.
[24]	Wang C L, Liu H L, Ma Y J, et al. China Oils and Fats, 2016, 41(3): 51. 王春蕾, 刘华良, 马永建, 等. 中国油脂, 2016, 41(3): 51.
[25]	Wang H Q, Han L M, Tu H Y, et al. Food Science, 2012, 33(14): 216. 王红青, 韩里明, 屠海云, 等. 食品科学, 2012, 33(14): 216.
[26]	Dost K, Ideli C. Food Chem, 2012, 133: 193. doi: 10.1016/j.foodchem.2012.01.001
[27]	Wang L Y.[MS Dissertation]. Yanshan:Yanshan University, 2014 王丽媛. [硕士学位论文]. 燕山: 燕山大学, 2014
[28]	GB/T 24893-2010
[29]	Yin J, Yu Q W, Zhao Q, et al. China Oils and Fats, 2015, 40(3): 52. 尹佳, 余琼卫, 赵琴, 等. 中国油脂, 2015, 40(3): 52.
[30]	Barranco A, Alonso-Salces R M, Bakkali A, et al. J Chromatogr A, 2003, 988: 33. doi: 10.1016/S0021-9673(02)02059-9
[31]	Weiβhaar R. Eur J Lipid Sci Technol, 2002, 104: 282. doi: 10.1002/(ISSN)1438-9312
[32]	Purcaro G, Moret S, Conte L S. J Sep Sci, 2008, 31: 3936. doi: 10.1002/jssc.v31:22
[33]	Moret S, Conte L S. J Sep Sci, 2002, 25: 96. doi: 10.1002/(ISSN)1615-9314