Polydimethylsiloxane microfluidic aptasensor： opening a new era of biomarker point-of-care testing

doi:10.3724/SP.J.1123.2025.10003

Abstract

Abstract:

Microfluidic technology， an emerging micro-nano technology， facilitates the precise manipulation of trace liquids via diverse microstructures. It is distinguished by its miniaturization and cost-effectiveness. Among the synthetic materials employed for microfluidic chips， polydimethylsiloxane （PDMS）， a polymer material， has emerged as the optimal choice for fabricating microfluidic chips. This preference stems from its straightforward manufacturing process， high transparency， outstanding chemical stability， and biocompatibility. Biosensors developed by integrating aptamers， which serve as specific biological receptors， into PDMS microfluidic chips are termed PDMS microfluidic aptasensors. These aptasensors capitalize on the distinctive advantages of aptamers as biological recognition elements in conjunction with microfluidic technology. Microfluidic technology transforms the interactions between biomolecules into readable signals that are readily processed and reported， thereby offering sensing methods characterized by high specificity and sensitivity. This advancement significantly propels the development of point-of-care testing （POCT） for biomarkers， enabling extensive applications in areas such as cancer screening and pathogen detection， and achieving rapid， accurate， and portable testing. The attributes of PDMS microfluidic aptasensors encompass low cost， minimal consumption， short processing time， and disposability. These features effectively curtail the consumption of samples and reagents and shorten the testing duration in the POCT realm. Moreover， optimizing microchannel designs， aptamer immobilization methods， and signal amplification strategies can further enhance the performance of PDMS microfluidic aptasensors and expand their detection range. This paper elaborately expounds on the definition and development of microfluidic technology， the application research of PDMS materials and their preparation processes in microfluidic chip manufacturing， as well as the development and processing of PDMS microfluidic aptasensors. It also enumerates the applications of optical， electrochemical， and dual-mode PDMS microfluidic aptasensors based on dual detection modes in the field of biomarker POCT， thus providing theoretical support for the future development and application of novel microfluidic aptasensors.

Key words: microfluidic chip, aptasensor, polydimethylsiloxane （PDMS）, point-of-care testing （POCT）, biomarker

CLC Number:

O658

YANG Yuanchao, XIAO Renfang, WU Yangtao, BAI Li, WANG Xingya, ZHAI Jingbo. Polydimethylsiloxane microfluidic aptasensor： opening a new era of biomarker point-of-care testing[J]. Chinese Journal of Chromatography, 2026, 44(5): 499-514.

Figures/Tables 9

Fig. 1 Aptamer characteristics

Fig. 2 Structure of polydimethylsiloxane （PDMS）a. chemical structure and chemical formula of PDMS； b. 3D ball-and-stick structure of PDMS.

Fig. 3 PEG modified PDMSPEG： polyethylene glycol.

Fig. 4 Differences between hydrophilic and hydrophobic PDMS microfluidic chipsa. The chip modified with PEG hydrophilic can directly use the siphon effect to drive the fluid flow in the channel. b. The chip without hydrophilic modification needs to use the pumping effect to drive the fluid flow in the channel.

Fig. 5 Schematic diagram of plasma bombardment on PDMS material’s surface

Fig. 6 Schematic diagram of Dean vortex generated by staggered herringbone mixer （SHM） and liquid

Fig. 7 PDMS surface pretreatment methoda. surface oxygen plasma ablation method； b. piranha solution chemical etching method； c. silanization reagent 3-aminopropyl triethoxy silane （APTES） modification method.

Fig. 8 Schematic diagram of covalent and non-covalent fixationa. arboxyl-modified aptamers are activated via 1-（3-dimethylaminopropyl）-3-ethylcarbodiimide （EDC） or N-hydroxy succinimide （NHS）， upon contacting PDMS， their carboxyl groups form amide bonds with amino groups on the PDMS surface， establishing stable attachment. b. Malonamide or AuNPs mediate carboxyl-modified aptamers to bind with amino groups on PDMS surfaces， forming -S-S- bonds or Au-S bonds. c. After plasma treatment， PDMS surfaces acquire negative charges that attract positively charged aptamers through electrostatic adsorption， securing them onto the surface. d. PDMS surfaces are pre-modified with streptavidin （SA）， which binds to biotin in biotin-modified aptamer （Biotin-Apt） via specific biotin-helix-ligand interactions， achieving aptamer immobilization.

Table 1 Performance indexes of biomarker aptasensor based on PDMS microfluidic chip

Detection method	Strategies of specificity	Targets	Aptamer modifications	Linear range	LOD	Ref.
Colorimetric	visual inspection or quantitative analysis by scanner	thrombin	AgNPs	20-5000 pmol/L	20 pmol/L	［91］
Fluorescence	measured using a cell imaging microplate detection system	NEV released miR	/	10⁵-10⁹ EVs/mL	miR-223-3p： 0.61 fmol/L； miR-425-5p： 0.24 fmol/L	［95］
Fluorescence	collecting fluorescence signals for quantitative analysis	S.A， S.T， V.P	AuNPs	S.A and S.T： 10²-10⁸ CFU/mL；V.P： 10¹-10⁸ CFU/mL	S.A： 36 CFU/mL； S.T： 39 CFU/mL， V.P： 7 CFU/mL	［96］
Chemi-luminescence	biotin-labeled hairpin probes enable HCR amplification and detection	miR-21， miR-155	/	1 fmol/L-10 pmol/L	miR-21： 0.39 fmol/L； miR-155： 0.49 fmol/L	［97］
Raman scattering	rectangular detection zone via magnetic aggregation concentration detection	AFP， MnSOD	4-MBA， DTNB	10^-12-10^-6 g/mL	AFP： 5.89 pg/mL； MnSOD： 6.23 pg/mL	［98］
	SHM promotes hybridization， enabling signal readout via nanoprobes	prostate cancer cell exosomes	AuNPs	1-10⁵ particles/μL	1 particle/μL	［103］
	target binding to the aptamer replaced FAM， resulting in signal attenuation	urea and UA	5′-FAM	/	/	［99］
Electro-chemistry	target binding to the aptamer impedes electron transfer	C. parvum oocysts	/	10-10000 oocysts/mL	10 oocysts/mL	［100］
Electro-chemistry	differential pulse voltammetry	cortisol hormone	/	1 pmol/L-1 μmol/L	0.2 pmol/L	［104］
Dual-modal	photoelectrochemistry and fluorescence	NSCLC cells NCI-H460， NCI-H1650	AuNPs	NCI-H460： 50-1×10⁶ cells/mL； NCI-H1650： 50-5×10⁵ cells/mL	NCI-H460： 16 cells/mL； NCI-H1650： 15 cells/mL	［101］
Dual-modal	near-infrared photoelectrochemical and fluorescence imaging with supplementary SHM	liver cancer CTCs cells HepG2 and Hep3B	AuNPs	100-5×10⁶ cells/mL	HepG2： 8 cells/mL； Hep3B： 6 cells/mL	［102］

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